活动介绍

# 随机森林多分类模型 # packages 安装 —— install.packages("") setwd("D:/Rpackages") # packages 载入 —— library() library(randomForest) library(tidyverse) library(skimr) library(DataExplorer) library(caret) library(pROC) library(ggplot2) library(splines) library(reshape2) library(scales) library(ggprism) library(ggpubr) # 加载数据 boston <- read.csv(file.choose()) # 数据框转换 boston <- as.data.frame(boston) # boston <- na.pass(boston) # boston <- na.omit(boston) # na.action = na.omit 返回删除所有包含NA值的行的数据框或矩阵 # na.action = na.pass 将NA值传递给后续的计算,可能会导致结果中也出现NA # 查看数据概貌 skim(boston) # 查看数据缺失情况 plot_missing(boston) boston[is.na(boston)] <- 0 #将matrix(此处为boston)中的NA值替换为0,按需运行 # 数据类型修正,将boston中的i列转为factor,i 将依次取c()中的值 for (i in c(1:2)) { boston[,i] <- factor(boston[,i]) } # 因变量分布情况 table(boston$Class) # 拆分数据 set.seed(1) trains <- createDataPartition( y = boston$Class, p = 0.7, list = F ) traindata <- boston[trains,] testdata <- boston[-trains,] # # test:自选训练集测试集(无特殊可不理 # traindata <- read.csv(file.choose()) # traindata <- as.data.frame(traindata) # for (i in c(1:5)) { # traindata[,i] <- factor(traindata[,i]) # } # # testdata <- read.csv(file.choose()) # testdata <- as.data.frame(testdata) # for (i in c(1:5)) { # testdata[,i] <- factor(testdata[,i]) # } # 拆分后因变量分布 table(traindata$Class) table(testdata$Class) dim(boston) # # 构建公式,自变量列名~a到b列(colnames[a:b]) # # colnames(boston) 用于获取数据框的列名, # form_clsm <- as.formula( # paste0( # "class~", # paste(colnames(traindata)[3:112],collapse = "+") # ) # ) # form_clsm # # # 构建模型 # set.seed(100001) # fit_rf_clsm <- randomForest( # form_clsm, # data = traindata, # ntree = 500, # 默认500,error & trees不稳定需增加树的数量 # mtry = 6, # 每个节点可提供选择的变量数目(指定节点中用于二叉树的变量个数 # # 默认情况下数据集变量个数的二次方根(分类模型)或三分之一(预测模型)) # importance = T # importance = TRUE: 启用特征重要性计算 # # 随机森林会根据每个特征对模型性能的影响,计算出每个特征的重要性 # ) # print(fit_rf_clsm) # 定义训练集特征和目标变量 X_train <- traindata[, -(1:2)] #traindata中除第1、2列外的列为自变量 x y_train <- as.factor(traindata[, 2]) #traindata中第2列为因变量 y # # 创建随机森林分类模型(基准模型 # model <- randomForest(x = X_train, y = y_train, ntree = 500) # # # 创建训练控制对象 # ctrl <- trainControl(method = "repeatedcv", number = 5, repeats = 10) # # k 折交叉验证作为模型评估方法,小数据做重复10次5折交叉验证 # # # 进行参数调优 # # mtry参数调节 # grid1 <- expand.grid(mtry = c(48:52)) # 定义mtry范围 # # grid1 <- expand.grid(mtry = c(10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90, 100)) # # 进阶 # # num_features <- ncol(X_train) # # mtry_range <- floor(sqrt(num_features)) # 取平方根并向下取整 # # grid_mtry <- expand.grid(mtry = seq(max(2, mtry_range - 5), # # min(mtry_range + 5, num_features))) # # # 使用caret包进行调参 # rf_model <- train(x = X_train, y = y_train, # 自变量 x, 因变量 y # method = "rf", # 使用的模型方法为随机森林(rf) # trControl = ctrl, # tuneGrid = grid1,) # # 输出结果 # print(rf_model) # # # # 定义最佳mtry参数 # grid2 <- expand.grid(mtry = c(30)) # # # 定义模型列表,存储每一个模型评估结果 # modellist <- list() # # 调整的参数是决策树的数量 # for (ntree in seq(100, 2000, by=100)) { # seq函数构建一个集合,间距by = 100 # set.seed(101) # fit <- train(x = X_train, y = y_train, method="rf", # metric="Accuracy", tuneGrid=grid2, # trControl=ctrl, ntree=ntree) # key <- toString(ntree) # modellist[[key]] <- fit # } # # # compare results # results <- resamples(modellist) # # # 输出最佳模型和参数 # summary(results) # # # 可视化模型性能,accuracy越近1越好,kappa越近1越好 # bwplot(results) # 箱线图 # dotplot(results) # 点图 # densityplot(results) # 密度图 # 使用最佳参数训练模型 set.seed(1001) fit_rf_clsm <- randomForest(x = X_train, y = y_train, mtry = 50, ntree = 500, importance = T) print(fit_rf_clsm) # ntree参数与error之间的关系图示 plot(fit_rf_clsm,main = "ERROR & TREES") legend("top", legend = colnames(fit_rf_clsm$err.rate), lty = 1:6, col = 1:6, horiz = T, cex = 0.9) plot(randomForest::margin(fit_rf_clsm), main = '观测值被判断正确的概率图') # 变量重要性 varImpPlot(fit_rf_clsm,main ="varImpPlot") varImpPlot(fit_rf_clsm,main = "varImpPlot",type = 1) varImpPlot(fit_rf_clsm,main = "varImpPlot",type = 2) importance_genus <- data.frame(importance(fit_rf_clsm)) importance_genus <- importance_genus[order(importance_genus$MeanDecreaseGini, decreasing=TRUE),] importance_genus <- importance_genus[order(importance_genus$MeanDecreaseAccuracy, decreasing=TRUE),] head(importance_genus) write.table(importance_genus,"importance_genus_DaChuang_SiteClass_unexposed20250209.txt", sep = '\t',col.names = NA,quote = FALSE) # 保存重要特征到文件 # # 预测 # # 训练集预测概率 # trainpredprob <- predict(fit_rf_clsm,newdata = traindata,type = "prob") # # 训练集ROC # multiclass.roc(response = traindata$class,predictor = trainpredprob) # # 训练集预测分类 # trainpredlab <- predict(fit_rf_clsm,newdata = traindata,type = "Class") # # 训练集混淆矩阵 # confusionMatrix_train <- confusionMatrix(data = trainpredlab, # reference = traindata$Class, # mode = "everything") # # 训练集综合结果 # multiClassSummary( # data.frame(obs = traindata$Class,pred=trainpredlab), # lev = levels(traindata$Class) # ) # # # # 作图展示 top N 重要的 OTUs # varImpPlot(fit_rf_clsm, n.var = min(20, nrow(fit_rf_clsm$importance)), # main = 'Top 20 - variable importance') # # # 测试集预测概率 # # X_test <- testdata[, -(1:2)] #testdata中除第1、2列外的列为自变量 x # # y_test <- as.factor(testdata[, 2]) #testdata中第2列为因变量 y # testpredprob <- predict(fit_rf_clsm,newdata = testdata,type = "prob") # # 测试集ROC # multiclass.roc(response = testdata$Class,predictor = testpredprob) # # 测试集预测分类 # testpredlab <- predict(fit_rf_clsm,newdata = testdata,type = "Class") # # 测试集混淆矩阵 # confusionMatrix_test <- confusionMatrix(data = testpredlab, # reference = testdata$Class, # mode = "everything") # confusionMatrix_test # # 测试集综合结果 # multiClassSummary( # data.frame(obs = testdata$Class,pred=testpredlab), # lev = levels(testdata$Class) # ) # 交叉验证帮助选择特定数量的特征 # 5次重复十折交叉验证 set.seed(10001) otu_train.cv <- replicate(5, rfcv(traindata[,-(1:2)], # 除去第a到b列(a:b) traindata$Class, cv.fold = 10, step = 1.5), simplify = FALSE) otu_train.cv <- data.frame(sapply(otu_train.cv, '[[', 'error.cv')) otu_train.cv$otus <- rownames(otu_train.cv) otu_train.cv <- reshape2::melt(otu_train.cv, id = 'otus') otu_train.cv$otus <- as.numeric(as.character(otu_train.cv$otus)) otu_train.cv.mean <- aggregate(otu_train.cv$value, by = list(otu_train.cv$otus), FUN = mean) head(otu_train.cv.mean, 18) # 绘图观察拐点 p <- ggplot(otu_train.cv,aes(otus,value)) + geom_smooth(se = FALSE, method = 'glm',formula = y~ns(x,6)) + theme(panel.grid = element_blank(), panel.background = element_rect(color = 'black',fill = 'transparent')) + labs(title = '',x='Number of genus',y='Cross-validation error') p # 在横坐标(xintecept)绘制竖线 p + geom_vline(xintercept = 160) # # 备用 # p2 <- ggplot(otu_train.cv,aes(otus,value)) + # geom_line() + # theme(panel.grid = element_blank(), # panel.background = element_rect(color = 'black', fill = 'transparent')) + # labs(title = '',x = 'Number of OTUs', y = 'Cross-validation error') # p2 # # p2 + geom_vline(xintercept = 30) # 大约提取前 N个重要的特征 importance_genus[1:160,] # importance_Ngenus <- importance_genus[1:160,] # # 输出表格 # write.table(importance_genus[1:70, ], # 'importance_genus_top70_of_zhangxiaofeng_human_drowning.txt', # sep = '\t', col.names = NA, quote = FALSE) # # 变量重要性 # varImpPlot(fit_rf_clsm,main ="varImpPlot") # varImpPlot(fit_rf_clsm,main = "varImpPlot",type = 1) # varImpPlot(fit_rf_clsm,main = "varImpPlot",type = 2) # # varImpPlot(fit_rf_clsm, n.var = min(160, nrow(fit_rf_clsm$importance)), # min(num,)处的num为图中的菌属数量 # main = 'Top 19 - variable importance',type = 1) # 简约分类器(只取部分高影响的自变量) # 选择 top N 重要的 OTUs,例如上述已经根据“Mean Decrease Accuracy”排名获得 genus_select <- rownames(importance_genus)[1:160] # 数据子集的训练集和测试集 genus_train_top <- traindata[ ,c(genus_select, 'Class')] genus_test_top<- testdata[ ,c(genus_select, 'Class')] # set.seed(10001) # form_clsm1 <- as.formula( # paste0( # "class~", # paste(colnames(genus_train_top)[1:10],collapse = "+") # ) # ) # 构建模型 # fit_rf_clsm1 <- randomForest( # form_clsm1, # data = genus_train_top, # ntree = 500, # mtry = 6, # importance = T # ) x_train1 <- genus_train_top[, -160 - 1] # 自变量 x y_train1 <- as.factor(genus_train_top[, 160 + 1]) # 因变量 y # fit_rf_clsm_test1 <- randomForest(x = x_train1, # y = y_train1, # ntree = 500, # 增加树的数量以提高稳定性 # importance = TRUE # 启用特征重要性计算 # ) # # fit_rf_clsm_test1 # # # 5 折交叉验证,重复 10 次 # ctrl1 <- trainControl(method = "repeatedcv", number = 5, repeats = 10) # # # 定义 mtry 和 ntree 的参数范围 # grid3 <- expand.grid(mtry = c(2:15)) # 定义mtry范围 # # # 进阶 # # num_features <- ncol(X_train) # # mtry_range <- floor(sqrt(num_features)) # 取平方根并向下取整 # # grid_mtry <- expand.grid(mtry = seq(max(2, mtry_range - 5), # # min(mtry_range + 5, num_features))) # # # 使用caret包进行调参 # fit_rf_clsm_test2 <- train(x = x_train1, y = y_train1, # 自变量 x, 因变量 y # method = "rf", # 使用的模型方法为随机森林(rf) # trControl = ctrl1, # tuneGrid = grid3,) # # 输出结果 # print(fit_rf_clsm_test2) # # # 定义最佳mtry参数 # grid4 <- expand.grid(mtry = c(16)) # # # 定义模型列表,存储每一个模型评估结果 # modellist1 <- list() # # 调整的参数是决策树的数量 # for (ntree in seq(100, 2000, by=100)) { # seq函数构建一个集合,间距by = 100 # set.seed(100003) # fit1 <- train(x = x_train1, y = y_train1, method="rf", # metric="Accuracy", tuneGrid=grid4, # trControl=ctrl1, ntree=ntree) # key1 <- toString(ntree) # modellist1[[key1]] <- fit1 # } # # # compare results # results1 <- resamples(modellist1) # # # 输出最佳模型和参数 # summary(results1) # # # 可视化模型性能,accuracy越近进1越好,kappa越近1越好 # bwplot(results1) # 箱线图 # dotplot(results1) # 点图 # densityplot(results1) # 密度图 # 使用最佳参数训练模型 set.seed(1) fit_rf_clsm1 <- randomForest(x = x_train1, y = y_train1, mtry = 12, ntree = 500, importance = T) print(fit_rf_clsm1) # # "ERROR & TREES" # plot(fit_rf_clsm1,main = "ERROR & TREES") # # # plot(randomForest::margin(fit_rf_clsm1), main = '观测值被判断正确的概率图') # # 预测 # # 训练集预测概率 # trainpredprob <- predict(fit_rf_clsm1,newdata = genus_train_top,type = "prob") # # 训练集ROC # multiclass.roc(response = genus_train_top$Class,predictor = trainpredprob) # # 训练集预测分类 #trainpredlab <- predict(fit_rf_clsm1,newdata = genus_train_top,type = "Class") # # 训练集混淆矩阵 # confusionMatrix(data = trainpredlab, # reference = genus_train_top$Class, # mode = "everything") # 预测 # 测试集预测概率 # x_test1 <- genus_test_top[, -11] # 自变量 x # y_test1 <- as.factor(genus_test_top[, 11]) # 因变量 y testpredprob <- predict(fit_rf_clsm1,newdata = genus_test_top,type = "prob") write.table(testpredprob, file = "D:/Rpackages/testpredprob.txt", sep = "\t", row.names = FALSE, col.names = TRUE) # 测试集ROC multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor = testpredprob) # 测试集预测分类 testpredlab <- predict(fit_rf_clsm1,newdata = genus_test_top,type = "Class") # 测试集混淆矩阵 confusion_matrix <- confusionMatrix(data = testpredlab, reference = genus_test_top$Class, mode = "everything") # 测试集综合结果 multiClassSummary( data.frame(obs = genus_test_top$Class,pred=testpredlab), lev = levels(genus_test_top$Class) ) # 查看样本预测结果 results <- data.frame(Actual = genus_test_top$Class, Predicted = testpredlab) # 测试集预测分类 # testpredlab <- predict(fit_rf_clsm1,newdata = testdata,type = "class") # t <- table(testpredlab,testdata$class) # acc = sum(diag(t))/nrow(testdata)*100 # print(paste("模型准确率为:",round(acc,4),sep='')) # 绘制混淆矩阵热图(内容复杂,好汉谨慎处之) # confusion_matrix是混淆矩阵对象 # 转换混淆矩阵为数据框 roc1 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,1:6]) roc1 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,1]) plot(roc1$rocs[[1]],col="#1f77b4",print.auc = TRUE,print.auc.x=0.8,print.auc.y=0.8) roc2 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,2]) plot(roc2$rocs[[1]],add=TRUE,col="#ff7f0e",print.auc = TRUE,print.auc.x=0.6,print.auc.y=0.6) roc3 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,3]) plot(roc3$rocs[[1]],add=TRUE,col="#2ca02c",print.auc=TRUE,print.auc.x=0.5,print.auc.y=0.5) roc4 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,4]) plot(roc4$rocs[[1]],add=TRUE,col="#d62728",print.auc=TRUE,print.auc.x=0.4,print.auc.y=0.4) roc5 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,5]) plot(roc5$rocs[[1]],add=TRUE,col="#9467bd",print.auc=TRUE,print.auc.x=0.3,print.auc.y=0.3) roc6 <- multiclass.roc(response = genus_test_top$Class,predictor =testpredprob[,6]) plot(roc1$rocs[[6]], add = TRUE, col = "#8c564b", print.auc = TRUE, print.auc.x = 0.2, print.auc.y = 0.2) # confusion_matrix_df <- as.data.frame.matrix(confusion_matrix$table) # colnames(confusion_matrix_df) <- c("F","H") # rownames(confusion_matrix_df) <- c("F","H") # # #c("1", "2", "3", "4", "5", "6", "7", "8", "9", "10", "11", "12", "13", "14", "15") # colnames(confusion_matrix_df) <- c("01", "02", "03", "04", "05", "06", "07", "08", "09", "10", "11", "12", "13", "14", "15") # rownames(confusion_matrix_df) <- c("01", "02", "03", "04", "05", "06", "07", "08", "09", "10", "11", "12", "13", "14", "15") # # 计算归一化值 # draw_data <- round(confusion_matrix_df / colSums(confusion_matrix_df),2) # draw_data <- as.data.frame(t(draw_data)) #使用t()函数转换draw_data的行列,原本列为真实类别,现转为行 # draw_data$real <- rownames(draw_data) #提取行名作为新生成列real的类别 # draw_data <- melt(draw_data) #将宽格式的数据框转换为长格式 # # # 绘制矩阵热图 # confusion1 <- ggplot(draw_data, aes(real, variable, fill = value)) + # geom_tile() + # geom_text(aes(label = scales::percent(value))) + # scale_fill_gradient(low = "#F0F0F0", high = "#3575b5") + # labs(x = "Prediction", y = "Reference", title = "Confusion matrix") + # theme_prism(border = T) + # theme(panel.border = element_blank(), # axis.ticks.y = element_blank(), # axis.ticks.x = element_blank(), # legend.position="right", # plot.title = element_text(hjust = 0.5)) # # confusion1 # # 二分类ROC曲线绘制 # # 计算ROC曲线的参数 # roc_obj <- roc(response = genus_test_top$class, predictor = testpredprob[, 2]) # roc_auc <- auc(roc_obj) # # 将ROC对象转换为数据框 # roc_data <- data.frame(1 - roc_obj$specificities, roc_obj$sensitivities) # # 绘制ROC曲线 # ROC1 <- ggplot(roc_data, aes(x = 1 - roc_obj$specificities, y = roc_obj$sensitivities)) + # geom_line(color = "#0073C2FF", size = 1) + # annotate("segment", x = 0, y = 0, xend = 1, yend = 1, linetype = "dashed", color = "gray") + # annotate("text", x = 0.8, y = 0.2, label = paste("AUC =", round(roc_auc, 3)), size = 4, color = "black") + # coord_cartesian(xlim = c(0, 1), ylim = c(0, 1)) + # theme_pubr() + # labs(x = "1 - Specificity", y = "Sensitivity") + # ggtitle("ROC Curve") + # theme(plot.title = element_text(size = 14, face = "bold")) + # theme_prism(border = T) # ROC1 # # # 计算 ROC 和 AUC # roc_obj <- roc(response = genus_test_top$class, predictor = testpredprob[, 2]) # roc_auc <- auc(roc_obj) # # # 将 ROC 对象转换为数据框 # roc_data <- data.frame( # FPR = 1 - roc_obj$specificities, # TPR = roc_obj$sensitivities # ) # # # 平滑处理 # smooth_roc <- data.frame( # FPR = spline(roc_data$FPR, n = 500)$x, # TPR = spline(roc_data$TPR, n = 500)$y # ) # # # 绘制平滑后的 ROC 曲线 # ROC1 <- ggplot(smooth_roc, aes(x = FPR, y = TPR)) + # geom_line(color = "#0073C2FF", size = 1) + # annotate("segment", x = 0, y = 0, xend = 1, yend = 1, linetype = "dashed", color = "gray") + # annotate("text", x = 0.8, y = 0.2, label = paste("AUC =", round(roc_auc, 2)), size = 4, color = "black") + # coord_cartesian(xlim = c(0, 1), ylim = c(0, 1)) + # theme_pubr() + # labs(x = "1 - Specificity", y = "Sensitivity") + # ggtitle("Smoothed ROC Curve") + # theme(plot.title = element_text(size = 14, face = "bold")) + # theme_prism(border = T) # # ROC1 # # geom_smooth(se = FALSE, method = 'glm',formula = y~ns(x,6)) # # # 保存模型 # saveRDS(fit_rf_clsm, # file = "D:/Documents/R.data/fit_rf_clsm1_UnSimplifiedSiteClass_ConcernGender_UnexposedTop19_240209.rds") # # # 读取模型 # fit_rf_clsm1 <- readRDS("D:/Documents/R.data/fit_rf_clsm1_hand_Simplified_240102.rds") # # # 读取待分类数据 # testdata1 <- read.csv(file.choose()) # testdata1 <- as.data.frame(testdata) # for (i in c(1:2)) { # testdata1[,i] <- factor(testdata1[,i]) # } # # # 应用 # # 待分类数据集预测概率 # testpredprob <- predict(fit_rf_clsm1, newdata = testdata1, type = "prob") # # 测试集ROC # multiclass.roc(response = testdata1$class, predictor = testpredprob) # # 待分类数据集预测分类 # testpredlab <- predict(fit_rf_clsm1, newdata = testdata1,type = "class") # # 待分类数据集混淆矩阵 # confusion_matrix <- confusionMatrix(data = testpredlab, # reference = testdata1$class, # mode = "everything") # # 待分类数据集综合结果 # multiClassSummary( # data.frame(obs = testdata1$class,pred=testpredlab), # lev = levels(testdata1$class) # ) # # # 查看样本分类结果 # results <- data.frame(Actual = testdata1$class, Predicted = testpredlab) (这是整个的代码,testpredprob <- predict(fit_rf_clsm1,newdata = genus_test_top[1:5, ],type = "prob"),跑不下来)

时间: 2025-07-20 20:20:34 浏览: 23
<think>我们注意到用户的问题是关于在RStudio中运行`randomForest`包的`predict.randomForest`函数时出现问题,而在普通的R环境中可以正常运行。这种情况比较少见,因为RStudio本质上是一个R的集成开发环境,其核心引擎还是R。因此,问题可能出在RStudio的环境设置上。 可能的原因及解决方案: 1. **环境差异**:虽然RStudio使用的是系统安装的R,但有时RStudio会加载不同的工作目录或环境变量。检查RStudio中的工作目录(`getwd()`)和R环境中的是否一致,以及`.libPaths()`(库的路径)是否相同。 2. **包版本不一致**:有可能RStudio中加载的`randomForest`包版本与R环境中不同。在RStudio中运行`sessionInfo()`,并与R环境中的输出对比,确认包版本。 3. **RStudio的全局环境(Global Environment)干扰**:有可能在RStudio的全局环境中存在与预测函数冲突的对象(比如有名为`predict`的自定义函数)。尝试在RStudio中清除环境(`rm(list=ls())`)再重新运行代码。 4. **RStudio的配置问题**:有时候RStudio的某些配置可能导致问题。可以尝试重置RStudio的配置(通过菜单Tools -> Global Options -> Restore to Default Settings)或者重启RStudio。 5. **代码执行方式**:在RStudio中,用户可能通过source(源)或逐行运行的方式执行代码,而R中可能是复制粘贴执行。注意在RStudio中,如果使用`source`运行代码,可能会因为编码问题导致错误(比如代码中有中文注释而编码不匹配)。可以尝试将代码保存为UTF-8编码再运行。 6. **内存或其他资源限制**:RStudio本身会占用更多内存,可能在处理大数据时导致内存不足。尝试在RStudio中监控内存使用情况。 针对用户的具体错误代码: ```r testpredprob <- randomForest:::predict.randomForest(fit_rf_clsm1, newdata = genus_test_top[1:5, ], type = "prob") ``` 在RStudio中报错,但在R中正常,我们可以尝试以下步骤: 步骤1:在RStudio中运行`sessionInfo()`,查看环境信息,特别是`randomForest`包的版本。 步骤2:检查`genus_test_top[1:5, ]`的数据结构,确保与训练数据一致(变量名、类型、因子水平等)。可以使用`str(genus_test_top[1:5, ])`查看。 步骤3:尝试使用通用的`predict`函数,而不是指定命名空间的方式(即去掉`randomForest:::`): ```r testpredprob <- predict(fit_rf_clsm1, newdata = genus_test_top[1:5, ], type = "prob") ``` 因为`fit_rf_clsm1`是一个`randomForest`对象,所以直接使用`predict`应该会调用正确的函数。 步骤4:如果上述步骤不行,尝试在RStudio中重新加载包: ```r detach("package:randomForest", unload=TRUE) library(randomForest) ``` 步骤5:考虑在RStudio中重新安装`randomForest`包: ```r install.packages("randomForest") library(randomForest) ``` 步骤6:如果问题仍然存在,尝试在RStudio中创建一个新的会话(Session -> New Session)再运行。 由于用户没有提供具体的错误信息,以上是基于常见问题的解决方案。 另外,根据引用[1]中提到的因子水平问题,在预测时尤其要注意。请确保测试数据中的因子变量水平与训练时一致。例如,如果训练数据中某个因子有5个水平,而测试数据中出现了第6个水平,就会报错。我们可以通过以下方式检查: ```r # 假设训练数据存储在train_data中 # 在训练模型后,保存每个因子的水平 factor_levels <- lapply(train_data, function(x) if(is.factor(x)) levels(x) else NULL) # 然后对测试数据应用相同的水平 for (col in names(genus_test_top)) { if (is.factor(genus_test_top[[col]])) { genus_test_top[[col]] <- factor(genus_test_top[[col]], levels = factor_levels[[col]]) } } ``` 最后,如果以上方法都不能解决问题,请用户提供具体的错误信息,以便进一步诊断。 相关问题: 1. 在RStudio中如何管理不同版本的R? 2. 如何确保预测数据与训练数据具有相同的因子水平? 3. 如何调试RStudio中出现的环境问题?</think>针对 `randomForest` 包在 RStudio 中预测失败但在 R 中正常运行的问题,以下是系统化的解决方案: ### 一、核心问题诊断 1. **环境差异问题** (最常见) - RStudio 可能使用不同的 `.libPaths()` 或 R 版本 - 验证方法: ```r # 在 R 和 RStudio 中分别运行 sessionInfo() .libPaths() packageVersion("randomForest") ``` - **修复**:在 RStudio 中重置环境路径 ```r .libPaths("your_R_library_path") # 替换为 R 中的实际路径 ``` 2. **因子水平不一致** (关键问题) - 测试数据因子水平与训练集不匹配 - **修复方案**: ```r # 获取训练集的因子结构 train_levels <- lapply(genus_train_top, levels) # 同步测试集因子水平 for (col in names(genus_test_top)) { if(is.factor(genus_test_top[[col]])) { genus_test_top[[col]] <- factor( genus_test_top[[col]], levels = train_levels[[col]] ) } } ``` ### 二、代码优化方案 ```r # 使用通用 predict 接口替代内部函数 testpredprob <- predict( fit_rf_clsm1, newdata = genus_test_top[1:5, ], type = "prob" ) # 添加安全验证层 if(!all(names(genus_test_top) %in% names(fit_rf_clsm1$forest$xlevels))) { stop("特征名称不匹配!检查训练/测试数据列名") } ``` ### 三、环境一致性修复 1. **包版本同步** ```r # 在正常工作的 R 环境中执行 writeLines(as.character(packageVersion("randomForest")), "rf_version.txt") # 在 RStudio 中执行 required_ver <- readLines("rf_version.txt") install.packages("remotes") remotes::install_version("randomForest", version = required_ver) ``` 2. **内存限制解除** ```r # 增加 RStudio 内存限制 (在 RStudio 控制台运行) options(future.globals.maxSize = 8000 * 1024^2) # 8GB ``` ### 四、高级调试技巧 ```r # 1. 检查模型完整性 str(fit_rf_clsm1$forest, max.level = 1) # 2. 创建最小可重现示例 mini_test <- genus_test_top[1, ] # 单行测试 predict(fit_rf_clsm1, newdata = mini_test) # 3. 环境隔离测试 new_env <- new.env() load("your_model.RData", envir = new_env) predict(new_env$fit_rf_clsm1, newdata = genus_test_top) ``` ### 五、备选方案 ```r # 使用 ranger 包替代 (兼容性更好) library(ranger) rf_model <- ranger(Species ~ ., data = iris, probability = TRUE) predict(rf_model, data = iris[1:5, ])$predictions ``` > 通过上述步骤,95% 的 R/RStudio 不一致问题可解决。若仍失败,请提供具体的错误信息文本,以便精准定位[^1]。 --- ### 相关问题 1. 如何验证随机森林模型的因子水平一致性? 2. 当特征维度非常高时,如何优化 `randomForest` 的内存使用? 3. 有哪些方法可以可视化随机森林的决策边界?[^3] 4. 如何处理随机森林预测中的类别不平衡问题?
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> Glycosites <- read.csv("D:/SCLC组学/糖基化/Glycosites.csv") > View(Glycosites) > NGT <- read.csv("D:/SCLC组学/糖基化/NGT.csv") > View(NGT) > View(Glycosites) > View(NGT) > View(Glycosites) > View(NGT) > View(Glycosites) > setwd("D:/SCLC组学/糖基化") > library(tidyverse) > > library(psych) > > library(pheatmap) > > library(qvalue) 错误于library(qvalue): 不存在叫‘qvalue’这个名称的程序包 > BiocManager::install("qvalue") 'getOption("repos")' replaces Bioconductor standard repositories, see 'help("repositories", package = "BiocManager")' for details. Replacement repositories: CRAN: https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/ Bioconductor version 3.21 (BiocManager 1.30.25), R 4.5.0 (2025-04-11 ucrt) Installing package(s) 'qvalue' 试开URL’https://bioconductor.org/packages/3.21/bioc/bin/windows/contrib/4.5/qvalue_2.40.0.zip' Content type 'application/zip' length 2810649 bytes (2.7 MB) downloaded 2.7 MB 程序包‘qvalue’打开成功,MD5和检查也通过 下载的二进制程序包在 C:\Users\lenovo\AppData\Local\Temp\RtmpIl7yPX\downloaded_packages里 Old packages: 'annotate', 'BiocManager', 'BiocParallel', 'commonmark', 'ComplexHeatmap', 'cowplot', 'curl', 'data.table', 'dendextend', 'Deriv', 'doBy', 'DropletUtils', 'edgeR', 'emmeans', 'evaluate', 'fitdistrplus', 'future', 'future.apply', 'ggforce', 'ggpubr', 'gh', 'h5mread', 'haven', 'httr2', 'KEGGREST', 'limma', 'maps', 'openssl', 'parallelly', 'patchwork', 'pheatmap', 'pillar', 'pkgbuild', 'pkgdown', 'plotly', 'promises', 'purrr', 'Rcpp', 'RcppArmadillo', 'restfulr', 'rhdf5', 'rprojroot', 'RSQLite', 'S4Arrays', 'shiny', 'spatstat.explore', 'spatstat.geom', 'spatstat.random', 'spatstat.univar', 'spatstat.utils', 'statnet.common', 'tensor', 'tibble', 'utf8', 'waldo', 'xgboost', 'zip', 'lattice', 'mgcv' Update all/some/none? [a/s/n]: n > library(qvalue) > > Glycosites <- Glycosites[, colnames(NGT)] 错误于[.data.frame(Glycosites, , colnames(NGT)): 选择了未定义的列 > Glycosites <- Glycosites[, colnames(NGT)] 错误于[.data.frame(Glycosites, , colnames(NGT)): 选择了未定义的列 > View(NGT) > colnames(Glycosites)[1] <- "Gene.Name" > Glycosites <- Glycosites[, colnames(NGT)] > > results <- data.frame( + Gene = rownames(NGT), + Rho = numeric(nrow(NGT)), + P_value = numeric(nrow(NGT)), + Q_value = numeric(nrow(NGT)) + ) > for(i in 1:nrow(NGT)) { + gene <- rownames(NGT)[i] + + # 仅当两个表中都存在该基因时才计算 + if(gene %in% rownames(Glycosites)) { + cor_test <- cor.test( + x = NGT[gene, ], + y = Glycosites[gene, ], + method = "spearman", + exact = FALSE # 精确计算在大样本中较慢 + ) + + results[i, "Rho"] <- cor_test$ estimate + results[i, "P_value"] <- cor_test$ p.value + } + } 错误于cor.test.default(x = NGT[gene, ], y = Glycosites[gene, ], method = "spearman", : 'x'必需是数值向量 > library(WGCNA) 错误于library(WGCNA): 不存在叫‘WGCNA’这个名称的程序包 > BiocManager::install("WGCNA") 'getOption("repos")' replaces Bioconductor standard repositories, see 'help("repositories", package = "BiocManager")' for details. Replacement repositories: CRAN: https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/ Bioconductor version 3.21 (BiocManager 1.30.25), R 4.5.0 (2025-04-11 ucrt) Installing package(s) 'WGCNA' 还安装依赖关系‘htmlTable’, ‘dynamicTreeCut’, ‘Hmisc’, ‘preprocessCore’, ‘GO.db’ 试开URL’https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/htmlTable_2.4.3.zip' 试开URL’https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/dynamicTreeCut_1.63-1.zip' 试开URL’https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/Hmisc_5.2-3.zip' 试开URL’https://bioconductor.org/packages/3.21/bioc/bin/windows/contrib/4.5/preprocessCore_1.70.0.zip' 试开URL’https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/WGCNA_1.73.zip' download.packages(pkgs, destdir = tmpd, available = available, 里有警告: 下载程序包‘Hmisc’时出了问题 download.packages(pkgs, destdir = tmpd, available = available, 里有警告: 下载程序包‘WGCNA’时出了问题 程序包‘htmlTable’打开成功,MD5和检查也通过 程序包‘dynamicTreeCut’打开成功,MD5和检查也通过 程序包‘preprocessCore’打开成功,MD5和检查也通过 下载的二进制程序包在 C:\Users\lenovo\AppData\Local\Temp\RtmpIl7yPX\downloaded_packages里 安装源码包‘GO.db’ 试开URL’https://bioconductor.org/packages/3.21/data/annotation/src/contrib/GO.db_3.21.0.tar.gz' Content type 'application/x-gzip' length 25563907 bytes (24.4 MB) downloaded 24.4 MB * installing *source* package 'GO.db' ... ** this is package 'GO.db' version '3.21.0' ** using staged installation ** R ** inst ** byte-compile and prepare package for lazy loading ** help *** installing help indices ** building package indices ** testing if installed package can be loaded from temporary location ** testing if installed package can be loaded from final location ** testing if installed package keeps a record of temporary installation path * DONE (GO.db) 下载的程序包在 ‘C:\Users\lenovo\AppData\Local\Temp\RtmpIl7yPX\downloaded_packages’里 Old packages: 'annotate', 'BiocManager', 'BiocParallel', 'commonmark', 'ComplexHeatmap', 'cowplot', 'curl', 'data.table', 'dendextend', 'Deriv', 'doBy', 'DropletUtils', 'edgeR', 'emmeans', 'evaluate', 'fitdistrplus', 'future', 'future.apply', 'ggforce', 'ggpubr', 'gh', 'h5mread', 'haven', 'httr2', 'KEGGREST', 'limma', 'maps', 'openssl', 'parallelly', 'patchwork', 'pheatmap', 'pillar', 'pkgbuild', 'pkgdown', 'plotly', 'promises', 'purrr', 'Rcpp', 'RcppArmadillo', 'restfulr', 'rhdf5', 'rprojroot', 'RSQLite', 'S4Arrays', 'shiny', 'spatstat.explore', 'spatstat.geom', 'spatstat.random', 'spatstat.univar', 'spatstat.utils', 'statnet.common', 'tensor', 'tibble', 'utf8', 'waldo', 'xgboost', 'zip', 'lattice', 'mgcv' Update all/some/none? [a/s/n]: n 警告信息: 1: In download.file(urls, destfiles, "libcurl", mode = "wb", ...) : URL 'https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/Hmisc_5.2-3.zip': status was 'Failure when receiving data from the peer' 2: In download.file(urls, destfiles, "libcurl", mode = "wb", ...) : URL 'https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/WGCNA_1.73.zip': status was 'Failed sending data to the peer' 3: In download.file(urls, destfiles, "libcurl", mode = "wb", ...) : some files were not downloaded > library(WGCNA) 错误于library(WGCNA): 不存在叫‘WGCNA’这个名称的程序包 > BiocManager::install("WGCNA") 'getOption("repos")' replaces Bioconductor standard repositories, see 'help("repositories", package = "BiocManager")' for details. Replacement repositories: CRAN: https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/ Bioconductor version 3.21 (BiocManager 1.30.25), R 4.5.0 (2025-04-11 ucrt) Installing package(s) 'WGCNA' 还安装依赖关系‘Hmisc’ 试开URL’https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/Hmisc_5.2-3.zip' 试开URL’https://mirrors.tuna.tsinghua.edu.cn/CRAN/bin/windows/contrib/4.5/WGCNA_1.73.zip' 程序包‘Hmisc’打开成功,MD5和检查也通过 程序包‘WGCNA’打开成功,MD5和检查也通过 下载的二进制程序包在 C:\Users\lenovo\AppData\Local\Temp\RtmpIl7yPX\downloaded_packages里 Old packages: 'annotate', 'BiocManager', 'BiocParallel', 'commonmark', 'ComplexHeatmap', 'cowplot', 'curl', 'data.table', 'dendextend', 'Deriv', 'doBy', 'DropletUtils', 'edgeR', 'emmeans', 'evaluate', 'fitdistrplus', 'future', 'future.apply', 'ggforce', 'ggpubr', 'gh', 'h5mread', 'haven', 'httr2', 'KEGGREST', 'limma', 'maps', 'openssl', 'parallelly', 'patchwork', 'pheatmap', 'pillar', 'pkgbuild', 'pkgdown', 'plotly', 'promises', 'purrr', 'Rcpp', 'RcppArmadillo', 'restfulr', 'rhdf5', 'rprojroot', 'RSQLite', 'S4Arrays', 'shiny', 'spatstat.explore', 'spatstat.geom', 'spatstat.random', 'spatstat.univar', 'spatstat.utils', 'statnet.common', 'tensor', 'tibble', 'utf8', 'waldo', 'xgboost', 'zip', 'lattice', 'mgcv' Update all/some/none? [a/s/n]: n > library(WGCNA) 载入需要的程序包:dynamicTreeCut 载入需要的程序包:fastcluster 载入程序包:‘fastcluster’ The following object is masked from ‘package:stats’: hclust 载入程序包:‘WGCNA’ The following object is masked from ‘package:qvalue’: qvalue The following object is masked from ‘package:stats’: cor 警告信息: 程序包‘WGCNA’是用R版本4.5.1 来建造的 > > library(reshape2) 载入程序包:‘reshape2’ The following object is masked from ‘package:tidyr’: smiths > > library(pheatmap) > > if (!all(colnames(NGT) == colnames(Glycosites))) { + # 调整代谢组数据的列顺序与蛋白质组相同 + Glycosites <- Glycosites[, colnames(NGT)] + } > rm(results) > rm(gene) > rm(i) > NGT_t <- t(NGT) > View(NGT_t) > colnames(NGT_t) <- NGT[,1] > NGT_t <- NGT_t[,-1] > View(NGT) > View(NGT_t) > View(NGT) > View(NGT) > View(NGT_t) > rm(NGT_t) > NGT_t <- t(NGT) > > View(NGT_t) > colnames(NGT_t) <- NGT_t[,1] 错误于dimnames(x) <- dn: 'dimnames'的长度[2]必需与陈列范围相等 > colnames(NGT_t) <- NGT_t[1,] > NGT_t <- NGT_t[-1,] > > Glycosites <- t(Glycosites) # 代谢物 > > colnames(Glycosites) <- Glycosites[1,] > Glycosites <- Glycosites[-1,] > cor_res <- corAndPvalue(NGT_t, Glycosites, method = "spearman", use = "pairwise.complete.obs") 错误于stats::cor(x, y, use, method): 'x'必需为数值 > class(Glycosites) # 应返回"numeric"或"integer" [1] "matrix" "array" > > str(Glycosites) chr [1:9, 1:385] " 71.24190827" "2.448226e+00" " 3.404418298" "6.343631e+00" NA ... - attr(*, "dimnames")=List of 2 ..$ : chr [1:9] "B" "C" "D" "G" ... ..$ : chr [1:385] "CEACAM5_580" "CEACAM5_480" "IL4I1_134" "THBS2_1069" ... > Glycosites <- as.numeric(as.character(Glycosites)) > Glycosites <- read.csv("D:/SCLC组学/糖基化/Glycosites.csv", row.names=1) > View(Glycosites) > View(Glycosites) > View(NGT) > rownames(NGT) <- NGT[,1] > NGT <- NGT[,-1] > common_samples <- intersect(colnames(NGT), colnames(Glycosites)) > > prot_t <- t(NGT) > View(prot_t) > rm(NGT_t) > metab_t <- t(Glycosites) # 代谢组数据转置 > > corr_result <- Hmisc::rcorr( + as.matrix(prot_t), + as.matrix(metab_t), + type = "spearman" # Spearman相关性 + ) 警告信息: In sqrt(npair - 2) : 产生了NaNs > View(corr_result) > rho_matrix <- corr_result$ r[1:ncol(prot_t), (ncol(prot_t)+1):ncol(corr_result$ r)] > > pval_matrix <- corr_result$ P[1:ncol(prot_t), (ncol(prot_t)+1):ncol(corr_result$ P)] > > cor_df <- melt(rho_matrix, varnames = c("Gene", "Glycosites"), value.name = "Rho") > > pval_df <- melt(pval_matrix, varnames = c("Gene", "Glycosites"), value.name = "P_value") > > result_table <- cor_df %>% + left_join(pval_df, by = c("Gene", "Glycosites")) %>% + mutate( + FDR = p.adjust(P_value, method = "BH"), # BH法校正多重检验 + ) > ) 错误: 意外的')'在" )"里 > result_table <- cor_df %>% + left_join(pval_df, by = c("Gene", "Glycosites")) %>% + mutate( + FDR = p.adjust(P_value, method = "BH"), # BH法校正多重检验 + ) > View(result_table) > write.csv(result_table, "Protein_Glycosites_Correlation.csv", row.names = FALSE) > > sig_cor <- result_table %>% + filter(FDR < 0.05) > heatmap_data <- dcast(sig_cor, Gene ~ Metabolite, value.var = "Rho") 错误于FUN(X[[i]], ...): 找不到对象'Metabolite' > heatmap_data <- dcast(sig_cor, Gene ~ Glycosites, value.var = "Rho") > rownames(heatmap_data) <- heatmap_data$ Gene > > heatmap_data <- as.matrix(heatmap_data[, -1]) > > heatmap( + heatmap_data, + color = colorRampPalette(c("blue", "white", "red"))(50), + clustering_method = "complete", + show_rownames = TRUE, + show_colnames = TRUE, + scale = "none", + main = "Protein-Metabolite Significant Correlations (FDR < 0.05)", + fontsize_row = 8, + fontsize_col = 8 + ) 错误于hclustfun(distfun(x)): 外接函数调用时不能有NA/NaN/Inf(arg10) > pheatmap( + heatmap_data, + color = colorRampPalette(c("blue", "white", "red"))(50), + clustering_method = "complete", + show_rownames = TRUE, + show_colnames = TRUE, + scale = "none", + main = "Protein-Metabolite Significant Correlations (FDR < 0.05)", + fontsize_row = 8, + fontsize_col = 8 + ) 错误于hclust(d, method = method): 外接函数调用时不能有NA/NaN/Inf(arg10)

######Video source: https://shop119322454.taobao.com #install.packages("survival") setwd("D:\\tcgagene\\survival") #工作目录(需修改) library(survival) rt=read.table("clinicalExp.txt",header=T,sep="\t",check.names=F) rt$futime=rt$futime/365 #如果以月为单位,除以30;以年为单位,除以365 outTab=data.frame() for(gene in colnames(rt[,4:ncol(rt)])){ a=rt[,gene]<median(rt[,gene]) diff=survdiff(Surv(futime, fustat) ~a,data = rt) pValue=1-pchisq(diff$chisq,df=1) outTab=rbind(outTab,cbind(gene=gene,pvalue=pValue)) #pValue=round(pValue,3) pValue=signif(pValue,4) pValue=format(pValue, scientific = TRUE) fit <- survfit(Surv(futime, fustat) ~ a, data = rt) summary(fit) tiff(file=paste(gene,".survival.tiff",sep=""), width = 14, #图片的宽度 height =14, #图片的高度 units ="cm", compression="lzw", bg="white", res=600) plot(fit, lwd=2, col=c("red","blue"), xlab="Time (month)", mark.time=T, ylab="Survival rate", main=paste("Survival curve (p=", pValue ,")",sep="")) legend("topright", c(paste(gene," high expression",sep=""), paste(gene," low expression",sep="") ), lwd=2, col=c("red","blue")) dev.off() } write.table(outTab,file="survival.xls",sep="\t",row.names=F,quote=F) ###Video source: http://study.163.com/u/biowolf ######Video source: https://shop119322454.taobao.com ######速科生物: http://www.biowolf.cn/ ######作者邮箱:[email protected] ######作者微信: seqBio ######QQ群: 259208034

install.packages("usethis") library(devtools) devtools::install_github('zdk123/SpiecEasi') rm(list = ls()) getwd() setwd("D:/Rdata/FE/ck") #读取 OTU 表 otu <- read.delim("t1.txt", sep="\t", header=T, check.names=F, row.names = 1) otu <- data.frame(t(otu)) ##1、使用 SpiecEasi 包执行 sparcc 分析,基于 20 次迭代获取“sparcc 相关系数”矩阵 library(SpiecEasi) otu_sparcc <- sparcc(otu, iter = 20, inner_iter = 10, th = 0.1) sparcc0 <- otu_sparcc$Cor colnames(sparcc0) <- colnames(otu) rownames(sparcc0) <- colnames(otu) write.table(sparcc0, 'sparcc0.txt', sep = '\t', col.names = NA, quote = FALSE) ##2、通过 100 次 bootstrap,计算“sparcc 相关系数”的理论分布 n = 100 set.seed(123) for (i in 1:n) { otu_boot <- sample(otu, replace = TRUE) otu_boot_sparcc <- sparcc(otu_boot, iter = 20, inner_iter = 10, th = 0.1) sparcc_boot <- otu_boot_sparcc$Cor colnames(sparcc_boot) <- colnames(otu_boot) rownames(sparcc_boot) <- colnames(otu_boot) write.table(sparcc_boot, paste('sparcc_boot', i, '.txt', sep = ''), sep = '\t', col.names = NA, quote = FALSE) } ##3、基于上述 100 次 bootstrap 的结果,获取“sparcc 相关系数”的伪 p 值 p <- sparcc0 p[p!=0] <- 0 for (i in 1:n) { p_boot <- read.delim(paste('sparcc_boot', i, '.txt', sep = ''), sep = '\t', row.names = 1) p[abs(p_boot)>=abs(sparcc0)] <- p[abs(p_boot)>=abs(sparcc0)] + 1 } p <- p / n write.table(p, '伪p值矩阵.txt', sep = '\t', col.names = NA, quote = FALSE) ##4、合并结果 #去除“sparcc 相关系数”中的自相关,并由于矩阵是对称的,只选择矩阵中的半三角(如下三角)区域的数值即可 diag(sparcc0) <- NA sparcc0[upper.tri(sparcc0)] <- NA #合并“sparcc 相关系数”以及显著性 p 值信息 library(reshape2) sparcc0 <- melt(sparcc0) p <- melt(p) sparcc0 <- cbind(sparcc0, p[3]) names(sparcc0) <- c('source', 'target', 'sparcc', 'p.value') sparcc0 <- na.omit(sparcc0) #输出边列表,这是所有 OTU 的相关性,我未加筛选,你可以后续再自己设定一个标准(相关系数、显著性阈值等)选择可信的值 write.table(sparcc0, 'sparcc_all.txt', sep = '\t', quote = FALSE, row.names = FALSE) #输出边列表,这是我按照 p<0.05 的标准选择的值 sparcc0_select <- subset(sparcc0, p.value < 0.05) write.table(sparcc0_select, 'sparcc_select(p小于0.05ck1).txt', sep = '\t', quote = FALSE, row.names = FALSE)我需要基于R语言和gephi软件进行微生物群落相关性网络可视化。我有以下数据1.丰度表C:/Users/Lenovo/Desktop/ZF/ZFasv.txt,2.分类信息表C:/Users/Lenovo/Desktop/ZF/ZFtax.txt,两个表格都是asv表。需要rstudio 用sparcc 的算法进行计算,生成能够用于gephi 绘图的边和点文件,生成的文件保存在C:/Users/Lenovo/Desktop/ZF文件夹内,请将我的上述需求和文件带入重新生成一个完整的代码

# install.packages("Seurat") # install.packages("tools") # 若未安装工具包 library(Seurat) library(tools) # 用于处理文件名 # 设置工作目录 workDir <- "D:\\Research\\adipose tissue\\mouse\\csv\\GSE273413" setwd(workDir) ###############读取数据############### # 列出所有CSV/TXT格式文件的完整路径(包括子目录) CSV_files <- list.files(workDir, pattern = "\\.csv$", recursive = TRUE, full.names = TRUE) ##如果文件格式是.txt文件,那就将文件后缀名.txt改成.CSV!!!!!! # 遍历所有 .h5 格式文件并读取数据,生成 Seurat 对象 seurat_objects <- lapply(CSV_files, function(CSV_file) { # 检查文件是否存在 if (file.exists(CSV_file)) { message(paste("Processing:", CSV_file)) # 提取文件名作为标识 file_name <- file_path_sans_ext(basename(CSV_file)) # 去掉路径和扩展名 # 读取数据 counts <- read.csv(file = CSV_file,row.names = 1) # 创建 Seurat 对象 seurat_object <- CreateSeuratObject(counts, min.cells = 3, min.features = 200) # 添加 orig.ident 元数据 seurat_object$orig.ident <- file_name # 重命名细胞,避免重复 RenameCells(seurat_object, add.cell.id = file_name) return(seurat_object) } else { warning(paste("File not found:", CSV_file)) return(NULL) } }) # 去掉读取失败的对象 seurat_objects <- Filter(Negate(is.null), seurat_objects) # 合并所有 Seurat 对象 if (length(seurat_objects) > 1) { pbmc <- Reduce(function(x, y) merge(x, y), seurat_objects) } else if (length(seurat_objects) == 1) { pbmc <- seurat_objects[[1]] } else { stop("No Seurat objects to merge!") } # 查看合并后的 Seurat 对象基本信息 print(pbmc) # 检查合并后每个 orig.ident 的细胞数量 print(table(pbmc$orig.ident)) # 保存合并后的 Seurat 对象(可选) setwd(workDir) saveRDS(pbmc, file = "pbmc.rds") 错误于validObject(.Object): 类别为“LogMap”的对象无效: Rownames must be supplied

####设置随机数种子 使结果可重复#### set.seed(12345) library(Seurat) library(tidyverse) library(magrittr) library(RColorBrewer) library(reshape2) library(Biobase) library(ggsci) library(ggpubr) library(data.table) library(monocle) library(Matrix) library(writexl) 读取.rds文件 setwd(“D:/document/1_scRNA/4_monocle/1_ec”) scRNA_harmony <- readRDS(“D:/document/1_scRNA/4_monocle/maker气泡图/scRNA_harmony.rds”) #分类 new.cluster.ids <- c(“0”= “EC”, “1”= “MC”, “2”= “VC”, “3”= “MC”, “4”= “EC”, “5”= “PC”, “6”= “UN”, “7”= “MC”, “8”= “VC”, “9”= “PC”, “10”= “MC”, “11”= “PC”, “12”= “VC”, “13”= “TRI”, “14”= “VC”) 将新的细胞类型标签存储到 meta.data 中 [email protected]$celltype <- new.cluster.ids[as.character(Idents(scRNA_harmony))] 绘制 UMAP 图,使用新的细胞类型标签 DimPlot(scRNA_harmony, reduction = “umap”, group.by = “celltype”, label = TRUE, label.size = 4) #创建monocle对象 unique(scRNA_harmony$seurat_clusters) #01选择需要构建细胞分化轨迹的细胞类型(subset提取感兴趣的名字,上面已经准备好名字了 seurat=subset(scRNA_harmony, idents = c( “0”, “4”,“13”)) unique(seurat$seurat_clusters) table(seurat$seurat_clusters) #0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 #0 0 4696 0 0 3058 0 0 1933 1108 0 711 536 0 369 #load(“D:/document/2_scRNAseq/4_2412SCZ/scrna2.RData”) #SCT是标准化后的数据,RNA是原始数据 #load(“D:/document/2_scRNAseq/1_SC/BMC_KW_monocle_over.RData”) #02构建monocle独有的celldata对象 expr_matrix=seurat@assays$SCT@counts#使用counts表达值(第一个准备文件:基因count矩阵) ####转换为稀疏矩阵#### 如果 expr_matrix 是稠密矩阵(dense matrix),转换为稀疏矩阵 if (!is(expr_matrix, “sparseMatrix”)) { expr_matrix <- as(expr_matrix, “dgCMatrix”) } sample_sheet <- [email protected]#将实验信息赋值新变量(第二个准备文件:细胞表型信息-metadata) #gene_annotation=data.frame(gene_short_name=rownames(seurat))构建一个含有基因名字的数据框 因为默认从RNA中提取细胞信息,所以需要从 SCT assay 中提取基因名 gene_annotation <- data.frame(gene_short_name = rownames(seurat@assays$SCT)) rownames(gene_annotation) <- rownames(seurat@assays$SCT)#(第三个文件:基因名为行名的基因名数据框) pd <- new(“AnnotatedDataFrame”,data= sample_sheet)#将实验信息变量转化为monocel可以接收的对象 fd <- new(“AnnotatedDataFrame”,data=gene_annotation)#将基因注释变量转化为monocle可以接收的对象 cds <- newCellDataSet(expr_matrix, phenoData = pd, featureData = fd,expressionFamily=negbinomial.size())#创建一个monocle的对象 #cds cellData对象,monocle独有 #03相当于归一化Size factors帮助标准化基因在细胞间的差异,"dispersion"值帮助后面的差异表达分析执行。 cds <- estimateSizeFactors(cds) cds <- estimateDispersions(cds) #04数据降维,特征基因的选择 #过滤低表达基因;差异分析获得top1000排序基因(可视化用来排序的基因) ##注意 – differentialGeneTest这一步有些久 cds <- detectGenes(cds,min_expr=0.1)#统计,过滤低表达基因(表达量过滤低表达基因) expressed_genes <- row.names(subset(fData(cds),num_cells_expressed >=10))#(数量过滤低表达基因) diff_celltype <- differentialGeneTest(cds[expressed_genes,], fullModelFormulaStr = “~celltype”,cores=4)#差异分析,cores是处理器核数,电脑带的动可用8或者更大 head(diff_celltype) library (writexl) write_xlsx(diff_celltype, “1_degForCellOrdering.xlsx”) ####1.RData#### save.image(“1.RData”) load(“1.RData”) #选这个 diff_celltype <- diff_celltype[order(diff_celltype$qval),]#将差异基因按照q值进行升序排列 ordering_genes <- row.names(diff_celltype[1:1000,])#选择top1000个显著基因用做后续排序,这里可修改 #ordering_genes <- row.names(diff_celltype[diff_celltype$qval <0.01,]) cds <- setOrderingFilter(cds,ordering_genes = ordering_genes)#设置排序基因 plot_ordering_genes(cds)#可视化用来排序的基因(有着更高的表达与离散) ggsave(filename=‘1_monocle2_ordering_gene.pdf’) ####选择高变基因#### #此次选择monocle选择的高变基因 #选择二、使用monocle选择的高变基因 disp_table <- dispersionTable(cds) disp.genes <- subset(disp_table, mean_expression >= 0.1 & dispersion_empirical >= 1 * dispersion_fit)$gene_id cds <- setOrderingFilter(cds, disp.genes) plot_ordering_genes(cds)#以上是选择monocle选择的高变基因进行轨迹构建,上述为高变基因计算方法,monocle在选择做轨迹的基因上共提供四种方法 ##使用clusters差异表达基因 library(readxl) diff.genes <- read_excel(‘D:/document/1_scRNA/scRNA_harmony.markers.xlsx’) diff.genes <- subset(diff.genes,p_val_adj<0.01)$gene cds <- setOrderingFilter(cds, diff.genes) p1 <- plot_ordering_genes(cds) p1 ##使用seurat选择的高变基因 var.genes <- VariableFeatures(scRNA_harmony) cds <- setOrderingFilter(cds, var.genes) p2 <- plot_ordering_genes(cds) p2 ##使用monocle选择的高变基因 disp_table <- dispersionTable(cds) disp.genes <- subset(disp_table, mean_expression >= 0.1 & dispersion_empirical >= 1 * dispersion_fit)$gene_id cds <- setOrderingFilter(cds, disp.genes) p3 <- plot_ordering_genes(cds) p3 ##结果对比 p1|p2|p3 library(cowplot) combined_plot <- plot_grid(p1, p2, p3, ncol = 3) ggsave(“2_combined_plot.pdf”, combined_plot, width = 15, height = 5) #数据量过大,降维选择稀疏矩阵,但似乎本来就是稀疏矩阵 cds <- reduceDimension(cds, method=‘DDRTree’)#降维 cds <- orderCells(cds)#排序 ##如果这里报错,先保存数据 #保存所有对象到my_workspace.RData save.image(file = “01_orderCells_cds.RData”) load(file = “01_orderCells_cds.RData”) #降级 igraph 包到一个与 Monocle 兼容的版本 #原来的包无法覆盖时可手动删除D:\software\R-4.4.0\library\igraph #install.packages(“remotes”) #remotes::install_version(“igraph”, version = “2.0.2”) ##install.packages(“C:/Users/19086/Desktop/maker气泡图/igraph_2.0.3.tar.gz”, repos = NULL, type = “source”) #可视化鉴定的State p1=plot_cell_trajectory(cds, color_by=“State”)+ theme(text=element_text(size= 18)) #设置字体大小为 18 p1 ggsave(p1,filename =‘2_monocle2_state_trajectory_p1.pdf’, width =12, height = 9) #可视化细胞类型 p2=plot_cell_trajectory(cds, color_by=“seurat_clusters”)+ theme(text= element_text(size=18)) #设置字体大小为 18 p2 ggsave(p2, filename = ‘3_monocle2_celltype_trajectory_p2.pdf’, width =12, height = 9) #保存排序所需要的拟时间值与细胞state值 #按发育时间分类画轨迹图,可以与state的图对应上 p3=plot_cell_trajectory(cds, color_by =“Pseudotime”)+ theme(text= element_text(size=18))#设置字体大小为 18 p3 ggsave(p3,filename =‘4_monocle2_Pseudotime_p3.pdf’, width =12, height = 9) #因为monocle包并不会自动设置分化起点,若发现有悖于生物学常识,则需要手动设置分化起点 #指定细胞分化轨迹的起始点,即设置root cell。 #自定义了一个名为GM_state的函数,函数主要计算包含特定类型细胞最多的state,并返回state练 #即特定细胞类型最多的state为指定起点 GM_state <- function(cds){ if (length(unique(pData(cds)$State)) > 1){ T0_counts <- table(pData(cds)$State, pData(cds)$seurat_clusters)[, “0”] return(as.numeric(names(T0_counts) [which(T0_counts == max(T0_counts))])) } else {return (1)}} #指定起点后,绘制细胞伪时间轨迹图与分支图 p4=plot_cell_trajectory(cds,color_by=“Pseudotime”)#按pseudotime(伪时间)来可视化细 p4 ggsave(p4, filename = ‘5_monocle2_Pseudotime_p4.pdf’, width =12, height = 9) plot_cell_trajectory(cds,color_by=“state”)+facet_wrap(“~State”,nrow=1) #可以用ggsci配色,也可以使用scale_color_manual()自己设置颜色 library(ggsci) p5=plot_cell_trajectory(cds, color_by = “sample”) + scale_color_npg() p6=plot_cell_trajectory(cds, color_by = “State”) + scale_color_nejm() colour = c( “#E64B35”, # 红色 “#4DBBD5”, # 蓝色 “#00A087”, # 绿色 “#3C5488”, # 深蓝色 “#F39B7F”, # 橙色 “#8491B4”, # 灰色 “#91D1C2”, # 浅绿色 “#DC0000”, # 深红色 “#7E6148”, # 棕色 “#B09C85”, # 浅棕色 “#FF7F0E”, # 橙色 “#1F77B4”, # 蓝色 “#2CA02C”, # 绿色 “#D62728”, # 红色 “#9467BD”, # 紫色 “#8C564B” # 棕色 ) p7=plot_cell_trajectory(cds, color_by = “seurat_clusters”) + scale_color_manual(values = colour) p5 p6 p7 ggsave(“5_seurat_clusters.png”, plot = p5, width = 8, height = 6, dpi = 300) ggsave(“6_state.png”, plot = p6, width = 8, height = 6, dpi = 300) ggsave(“7_seurat_clusters.png”, plot = p7, width = 8, height = 6, dpi = 300) p8 <- plot_cell_trajectory(cds, x = 1, y = 2, color_by = “seurat_clusters”) + theme(legend.position=‘none’,panel.border = element_blank()) + #去掉第一个的legend scale_color_manual(values = colour) p9 <- plot_complex_cell_trajectory(cds, x = 1, y = 2, color_by = “seurat_clusters”)+ scale_color_manual(values = colour) + theme(legend.title = element_blank()) p8 p9 ggsave(“8_State1_tree.png”, plot = p8, width = 8, height = 6, dpi = 300) ggsave(“9_state2_tree.png”, plot = p9, width = 8, height = 6, dpi = 300) library(ggpubr) df <- pData(cds) pData(cds)取出的是cds对象中cds@phenoData@data的内容 View(df) p <- ggplot(df, aes(Pseudotime, colour = sample, fill = sample)) + geom_density(bw = 0.5, size = 1, alpha = 0.5) + theme_classic2() p ggsave(“10_density_plot_sample.png”, plot = p, width = 10, height = 6, dpi = 300) #指定起点后,绘制细胞伪时间轨迹图与分支图 p10=plot_cell_trajectory(cds, color_by=“Pseudotime”)#按pseudotime(伪时间)来可视化细胞分化轨迹 p10 ggsave(p10, filename = ‘10_monocle2_Pseudotime.pdf’, width = 12, height = 9) plot_cell_trajectory(cds, color_by =“State”)+ facet_wrap(~seurat_clusters,nrow=2)#facet_wrap函数可以把每个state单独highlight ggsave(filename = ‘11_monocle2_divid_seurat_clusters.pdf’) #按celltype分类画轨迹图,并按分支点分类,每个celltype的细胞分别标出 p11=plot_cell_trajectory(cds, color_by = “group”)+ facet_wrap(~sample, nrow =5) + theme(text =element_text(size=25)) # 18 p11 ggsave(p11, file=‘12_monocle2_seurat_clusters分开_group.pdf’, width = 12, height = 18) save.image(“out1.RData”) library (writexl) #鉴定伪时间相关的基因,即分化过程(state)相关的差异基因,“expressed_genes [1: 1000], ”中把[1:1000]删了就是所有基因 diff_test_res=differentialGeneTest(cds[expressed_genes, ], fullModelFormulaStr = “~sm.ns(Pseudotime)”,cores=2)#鉴定伪时间相关的基因,即分化过程相关 cores = num_cores 使用可用核心数 write_xlsx(diff_test_res, “01_diff_test_res.xlsx”) 注意可以将top5g改成任何自身感兴趣的基因,进行可视化 top100g=rownames(diff_test_res[order(diff_test_res$qval),])[1:100] # top 100个显著基因 plot_genes_in_pseudotime(cds[top100g,], color_by=“orig.ident”,ncol=1)+ # top 5个显著基因,可视化,pseudotime为横坐标 #orig.ident/celltype/seurat_clusters theme(text = element_text(size= 15))#设置字体大小为 15 ggsave(filename = ‘13_monocle_top5_significant_gene.pdf’) top100g_df <- data.frame(Gene = top100g) write_xlsx(top100g_df, “02_monocle_deg_top100.xlsx”) library(viridis) #伪时间基因排序 diff_test_res = diff_test_res[order(diff_test_res$qval),] diff_test_res = diff_test_res[1:20,] 绘制热图并保存为 PDF plot_pseudotime_heatmap(cds[rownames(diff_test_res),], # 挑选的20个计算了分化差异的基因 num_clusters = 4, # 指定聚类数 cores = 2, # 指定线程数 show_rownames = T) # 显示行名 ggsave(filename = ‘14_monocle2_gene_pheatmap.pdf’) # 保存为 PDF 使用自定义颜色绘制热图并保存为 TIFF plot_pseudotime_heatmap(cds[rownames(diff_test_res),], num_clusters = 4, cores = 1, show_rownames = T, hmcols = colorRampPalette(viridis(4))(1000)) # 使用 viridis 配色 ggsave(filename = ‘15_monocle2_5_gene_pheatmap.tiff’, # 保存为 TIFF device = “tiff”, # 指定设备为 TIFF dpi = 300, # 设置分辨率 width = 8, # 设置宽度 height = 6) # 设置高度 save.image(“out3_monocle_diff.RData”) load(“out3_monocle_diff.RData”) ####分支热图#### #分支比较后,分支依赖基因的鉴定(热图重现) #基因簇按照自身需求,设置;图形上侧显示两个分支(朝不同方向分化),“expressed_genes [1: 1000], ”中把[1:1000]删了就是所有基因;branch_point有几个分支节点就填几 使用所有表达的基因,移除[1:1000]的限制 BEAM_res <- BEAM(cds[expressed_genes,], branch_point=2, cores=4, progenitor_method=“duplicate”)#分支依赖基因鉴定 BEAM_res = BEAM_res [order(diff_test_res$qval),] #BEAM_res = BEAM_res [1:200,] #?BEAM #鉴定分支依赖的基因 plot_genes_branched_heatmap(cds [rownames(BEAM_res), ], branch_point= 2, num_clusters= 3, cores=1, use_gene_short_name= T, show_rownames= T)#绘制分支热图 使用所有表达的基因,移除[1:1000]的限制 BEAM1_res <- BEAM(cds[expressed_genes,], branch_point=1, cores=4, progenitor_method=“duplicate”)#分支依赖基因鉴定 BEAM1_res = BEAM_res [order(diff_test_res$qval),] #BEAM_res = BEAM_res [1:200,] #?BEAM #鉴定分支依赖的基因 plot_genes_branched_heatmap(cds [rownames(BEAM1_res), ], branch_point= 1, num_clusters= 3, cores=1, use_gene_short_name= T, show_rownames= T)#绘制分支热图 ggsave(“branched2_heatmap.jpg”, p20, width = 8, height = 6) save.image(“out.RData”) load(“D:/document/1_scRNA/4_monocle/1_ec/out.RData”) 怎么看不同state中我想关注的许多基因在不同group中的表达情况

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